بررسی تاثیر متقابل استرپتومایسس‌های تولید کننده اکتوئین(ها) و گندم در شرایط تنش شوری

نوع مقاله: علمی پژوهشی

نویسندگان

1 دانش آموخته کارشناس‌ارشد بیوتکنولوژی کشاورزی، دانشکده مهندسی کشاورزی، دانشگاه شاهرود، شاهرود

2 استادیار اصلاح نباتات مولکولی، دانشکده مهندسی کشاورزی، دانشگاه شاهرود

3 استادیار فیزیولوژی گیاهی، پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی ایران، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، کرج، ایران

4 کارشناس ارشد بیماری‌شناسی گیاهی، پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی ایران، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، کرج، ایران

5 استادیار ژنتیک مولکولی، پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی ایران، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، کرج، ایران

چکیده

میکروارگانیسم‌های خاک با توانایی تخفیف اثرات تنش شوری و تحریک رشد گیاه می‌توانند راهکاری امیدبخش در کشاورزی پایدار باشند. در این مطالعه رابطه متقابل دو رقم گندم نان (پیشتاز و زرین) و سه گونه استرپتومایسس مقاوم به نمک تولید کننده اکتوئین(ها) در شرایط تنش شوری و بدون تنش بررسی شد. با استفاده از روش PCR-DGGE تنوع و توزیع ژن‌های 16S rRNA باکتری‌های رایزوسفری در خاک تلقیح شده و نشده با استرپتومایسس در شرایط شور و غیر شور مطالعه شد. نتایج نشان داد عصاره بدون سلول هر سه باکتری طول ریشه را کاهش و عصاره باکتری S2 و 2012 C- وزن خشک گیاه را نسبت به شاهد افزایش داد. تیمار خاک با باکتری 2012 C- وزن تر و خشک ریشه و ساقه رقم پیشتاز و وزن تر و خشک ریشه رقم زرین را در شرایط غیر تنش افزایش داد. در شرایط تنش اثر محرک رشدی این باکتری به افزایش وزن تر و خشک ریشه پیشتاز و سطح برگ زرین محدود شد. عصاره ریشه گندم موجب افزایش جمعیت باکتری 2012 C- و کاهش تجمع میسلیوم‌های باکتری شد. تأثیر عصاره ریشه پیشتاز بر جمعیت باکتری بیشتر از زرین بود. بر اساس نتایج PCR-DGGE تنوع ژن16S rRNA رایزوسفری با افزودن باکتری و یا نمک به خاک تغییر کرد. پروفایل ژنی حاصل در رایزوسفر ارقام مختلف گندم نیز متفاوت بود. نتایج نشان داد نقش مثبت استرپتومایسس مقاوم به نمک برای تحریک رشد گندم در شرایط تنش و غیر تنش به رقم وابسته است.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Evaluation of Mutual Effect of Ectoine(s) producing Streptomyces and wheat at salt conditions

نویسندگان [English]

  • Ali Reza Akbari 1
  • Shahrokh Gharanjik 2
  • Parisa Koobaz 3
  • Ebrahim Karimi 4
  • Akram Sadeghi 5
1 Former M.Sc. Student, Agricultural Biotechnology, Shahrood University, Shahrood, Iran
2 Assistant Professor of Molecular Plant Breeding, Shahrood University, Shahrood, Iran
3 Assistant Professor of Plant Physiology, Agricultural Biotechnology Research Institute of Iran, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Karaj, Iran
4 M.Sc. of Plant Pathology, Agricultural Biotechnology Research Institute of Iran, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Karaj, Iran
5 Assistant Professor of Molecular Genetics, Agricultural Biotechnology Research Institute of Iran, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Karaj, Iran
چکیده [English]

Soil microorganisms with potential for alleviation of salt stress in combination with plant growth promotion would be a promising approach in sustainable agriculture. In the present study, interaction of two varieties of bread wheat (Triticum aestivum L.), Pishtaz and Zarrin and three salt tolerant ectoines producing bacteria including S. Cellulosae, S. rimosus C-2012 and Streptomyces Strain S2 was undertaken in normal and salt conditions. Diversity and distribution of 16S rRNA gene of rhizospheric bacteria in soil inoculated with Streptomyces in salt and normal conditions were studied by denaturing gradient gel electrophoresis (PCR-DGGE) method. Results showed that bacterial cell free extract of all strains reduced root length but S2 and C-2012 increased plant dry weight related to control. Soil treatment with strain C-2012 increased Pishtaz root and shoot fresh and dry weight and Zarrin root fresh and dry weight in normal conditions. At salt conditions, plant growth promotion of C-2012 limited to increase Pishtaz root fresh and dry weight and Zarrin leaf area. Root extract of wheat plantlets increased C-2012 population (cfu) and decreased mycellial aggregation. The effect of Pishtaz root extract on bacterial cfu was more than Zarrin. Based on PCR-DGGE data, the diversity of 16S rRNA gene in rhizosphere changed when Streptomyces or salt was added to soil. PCR-DGGE profiles of 16S rRNA gene in rhizosphere of wheat varieties were also different. Our observations certify that beneficial role of salt tolerant Streptomyces for wheat growth promotion at normal or saline conditions is plant variety dependent.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Ectoine
  • Streptomyces
  • salt
  • Wheat
  • DGGE
Austrian R (1960) The Gram stain and the etiology of lobar pneumonia, an historical note. Bacteriol. Rev. 24: 261-265.

Bacilio M, Rodriguez H, Moreno M, Hernandez JP, Bashan Y (2004) Mitigation of salt stress in wheat seedlings by a gfp-tagged Azospirillum lipoferum. Biol. Fert. Soils. 40: 188-193.

Basilio A, Gonzalez I, Vicente MF,  Gorrochategui J,  Cabello A, Gonzalez A, Genilloud O (2003) Patterns of antimicrobial activities from soil Actinomycetes isolated under different conditions of pH and salinity. J. Appl. Microbiol. 95: 814–823.

Broeckling CD, Broz AK, Bergelson J, Manter DK, Vivanco JM (2008) Root exudates regulate soil fungal community composition and diversity. Appl. Environ. Microbiol. 74: 738-744.

Chinnusamy V, Jagendorf A, Zhu JK (2005) Understanding and improving salt tolerance in plants. Crop Sci. 45: 437-448.

El-Tarabily KA (2008) Promotion of tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) plant growthby rhizosphere competent 1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid deaminase producing Streptomycete actinomycetes. Plant Soil. 308: 161-174.

Gopalakrishnan S, Vadlamudi S, Bandikinda P, Sathya A, Vijayabharathi R, Rupela O, Kudapa H, Katta K, Varshney RK (2014) Evaluation of Streptomyces strains isolated from herbal vermicompost for their plant growth-promotion traits in rice. Microbiol. Res. 169: 40-48.

Jog R, Pandya M, Nareshkumar G, Rajkumar S (2014) Mechanism of phosphate solubilization and antifungal activity of Streptomyces spp. isolated from wheat roots and rhizosphere and their application in improving plant growth. Microbiol. 160: 778-788.

Karimi E, Sadeghi A (2015) Study on optimum growth condition and designing formulation for increasing shelf life of Streptomyces rimosus strain C-2012 as biocontrol agent. Biol. J. Microorganism. 4: 109-122.

Karimi E, Sadeghi A, Abbaszade Dehajib P, Dalvanda Y, Omidvarib M, Kakuei Nezhad M (2012) Biocontrol activity of salt tolerant Streptomyces isolates against phytopathogens causing root rot of sugar beet. Biocontrol. Sci. Technol. 22: 333-349.

Killhamt K, Firestone MK (1984) Proline transport increases growth efficiency in salt stressed Streptomyces griseus. Appl. Environ. Microbiol. 48: 239-241.

Killhamt K, Firestone MK (1984) Salt stress control of intracellular solutes in Streptomycetes indigenous to saline soils. Appl. Environ. Microbiol. 47: 301-306.

Lery LMS, Hemerly AS, Nogueira EM, Von Krüger WM, Bisch PM (2011) Quantitative proteomic analysis of the interaction between the endophytic plant-growth-promoting bacterium gluconacetobacter diazotrophicus and sugarcane. Mol. Plant-Microbe Interact. 24: 562-576.

Lucas JA1, Garcia-Villaraco A, Ramos B, García-Cristobal J, Algar E, Gutierrez-Manero J (2013) Structural and functional study in the rhizosphere of Oryza sativa L. plants growing under biotic and abiotic stress. J. Appl.  Microbiol. 115: 218-35.

Malin G, Lapidot A (1996) Induction of synthesis of tetrahydropyrimidine derivatives in Streptomyces strains and their effect on Escherichia coli in response to osmotic and heat stress. J. Bacteriol. 178: 385-395.

Mayak S, Tirosh T, Glick BR (2004) Plant growth promoting bacteria confer resistance in tomato plants to salt stress. Plant Physiol. Biochem. 42: 565-572.

Micallef SA, Shiaris MP, Colon-Carmona A (2009) Influence of Arabidopsis thaliana accessions on rhizobacterial communities and natural variation in root exudates. J. Exp. Bot. 60: 1729-1742.

Nassar AH, El-Tarabily KA, Sivasithamparam K (2003) Growth promotion of bean (Phaseolus vulgaris L.) by a polyamine-producing isolate of Streptomyces griseoluteus. Plant Growth Reg.  40: 97-016.

Pastor JM, Salvador M, Argandoña M, Bernal V, Reina-Bueno M, Csonka LN, Iborra JL, Vargas C, Nieto JJ, Canovas M (2010) Ectoines in cell stress protection: Uses and Biotechnological Production. Biotech. Adv. 28: 782-801.

Prabhu J, Schauwecker F, Grammel N, Keller U, Bernhard M (2004) Functional expression of the ectoine hydroxylase gene (thpD) from Streptomyces chrysomallus in Halomonas elongata. Appl. Environ. Microbiol. 70: 3130-3132.

Rai M, Pal M, Sumesh KV, Jain V, Sankaranarayanan A (2006) Engineering for biosynthesis of ectoine (2-methyl 4-carboxy tetrahydro pyrimidine) in tobacco chloroplasts leads to accumulation of ectoine and enhanced salinity tolerance. Plant Sci. 170: 291-306.

Rudrappa T, Czymmek KJ, Pare PW, Bais HP (2008) Root-secreted malic acid recruits beneficial soil bacteria. Plant Physiol.148:1547-1556.

Sadeghi A, Karimi E, Dahaji PA, Javid MG, Dalvand Y, Askari H (2012) Plant growth promoting activity of an auxin and siderophore producing isolate of Streptomyces under saline soil conditions. World J. Microbiol. Biotechnol. 28: 1503-1509.

Sadeghi A, Soltani BM, Salehi Jouzani G, Hadavand H, Khayam Nekouei M, Sadeghizadeh M (2014) Diversity of the ectoines biosynthesis genes in salt tolerant Streptomyces and evidence for inductive effect of ectoines on their accumulation. Microbiol. Res. 169: 699-708.

Saito A, Ikeda S, Ezura H, Minamisawa K (2007) Microbial community analysis of the phytosphere using culture-independent methodolofies. Microbes Environ. 22: 93-105.

Talibart R, Jebbar M, Gouesbet G, Himdi-Kabbab S, Wroblewski H, Blanco C, Bernard T (1994) Osmoadaptation in Rhizobia: Ectoine induced salt tolerance. J. Bacteriol. 176: 5210-5217.

Tokala RK, Strap JL, Jung CM, Crawford DL, Salove MH, Deobald LA, Bailey JF, Morra MJ (2002) Novel plant-microbe rhizosphere interaction involving Streptomyces lydicus WYEC108 and the pea plant (Pisum sativum). Appl. Environ. Microbiol. 68: 2161-2171.

Tresner HD, Hayes JA,  Backus EJ (1968) Differential tolerance of Streptomycetes to sodium chloride as a taxonomic aid. Appl. Microbiol. 16: 1134-113.