آنالیز غنی‌سازی مجموعة ژنی در غده‌های سیب‌زمینی (Solanum tuberosum L.) در جریان مراحل نموی

نوع مقاله : علمی پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری مهندسی ژنتیک و ژنتیک مولکولی، گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه لرستان، خرم آباد، ایران.

2 استاد بیوتکنولوژی، گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه لرستان، خرم آباد، ایران

3 استادیار، گروه مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شهید چمران اهواز، اهواز، ایران

چکیده

سیب‌زمینی، چهارمین گیاه ارزشمند در تغذیه بشر است. غده سیب‌زمینی علاوه ‌بر کربوهیدرات‌ها، دارای ویتامین‌ها و ریزمغذی‌های مهمی برای تأمین سلامت بشر است. طی مراحل نموی غده سیب‌زمینی، تغییرات متعدد مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی و مولکولی رخ می‌دهند. مطالعه این اتفاق‌ها از منظر مولکولی، برای به‌نژادی ارزش غذایی و بهبود عملکرد سیب‌زمینی بسیار مهم است. روش‌های توالی‌یابی نوین، داده‌های ژنتیکی فراوان و سودمندی برای به‌نژادی مولکولی محصولات زراعی تولید می-کنند. در این مطالعه، از غده در حال نمو سیب‌زمینی در دو دوره نموی نمونه‌برداری صورت گرفت. توالی‌یابی cDNA و ساخت RNA پس از استخراج با دو تکرار برای هر Illumina انجام شد. آنالیزهای بیوانفورماتیکی، هستی‌شناسی ژن و غنی‌سازی گروه‌های ژنی صورت گرفت. در نهایت، از 1829 ژن افتراقی، 1186 ژن توسط پایگاه‌های معتبر شناسایی شدند. نتایج مقایسه‌های هستی‌شناسی ژن نشان داد که به ترتیب 393، 483 و 669 ژن در فرایندهای بیولوژیکی، اجزای سلولی و کارکردهای مولکولی نقش داشتند. بیشترین تعداد ژن در مسیرهای بیوسنتز فنیل پروپانوئیدها، بیوسنتز متابولیت‌های ثانویه و مسیرهای متابولیکی حضور داشتند. ژن‌های کدکننده‌ی پراکسیدازها و ناقلین غشایی مهم‌ترین ژن‌ها در ابتدای دوره نموی تا شروع غده‌دهی بودند. نمو غده در سیب‌زمینی مسیرهای متابولیکی بسیاری را فعال می‌سازد، که نه تنها موجب رشد و نمو می‌گردند، بلکه باعث فعال شدن مسیرهای مقابله با تنش‌ها و همچنین مسیرهای ساخت مواد مورد نیاز می‌گردند. در مجموع تعداد ده ژن کلیدی برای بیوسنتز نشاسته در جریان نمو، شناسایی شدند که بیشتر آن‌ها افزایش بیان معنی‌داری نشان دادند، این موضوع نشان می‌دهد که فرایند بیوسنتز نشاسته از شروع نمو استولون تا بلوغ غده پیوسته ادامه دارد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Gene set enrichment analysis in potato tubers (Solanum tuberosum L.) during developmental stages

نویسندگان [English]

  • Maryam Shirani-Bidabadi 1
  • Farhad Nazarian-Firouzabadi 2
  • Karim Sorkheh 3
  • Ahmad Ismaili 2
1 Ph.D.Candidate, Agronomy and Plant Breeding Department, Faculty of Agriculture, Lorestan University, Khorramabad, Iran.
2 Professor, Agronomy and Plant Breeding Department, Faculty of Agriculture, Lorestan University, Khorramabad, Iran.
3 Assistant Professor, Department of Production Engineering and Plant Genetics, Faculty of Agriculture, Shahid Chamran University of Ahvaz, Ahvaz, Iran.
چکیده [English]

Potato is the fourth most valuable plant for human nutrition. In addition to carbohydrates, potato tuber contains important vitamins and micronutrients for human health. During developmental stages of Potato; morphological, physiological and molecular changes occur. From the genetic point of view, studying these events is crucial for breeding potatoes with nutritional values and a higher yield. The next-generation sequencing methods generate abundant and useful genetic data for molecular breeding of crop plants. In this study, two different potato tuber developmental stages (S1 and S2) were chosen and sampled. Following RNA extraction and cDNA synthesis, Illumina RNA sequencing was performed in two replications for each stage. Bioinformatics analysis, gene ontology, and gene set enrichment analysis were performed. Finally, out of 1829 differential expression genes, 1186 genes were identified and valided by bioinformatics resources. The result of gene ontology comparison showed that 393, 483 and 669 genes were involved in biological processes, cellular components, and molecular functions, respectively. Most genes were present in the phenylpropanoid biosynthesis, biosynthesis of secondary metabolites and metabolic pathways. Peroxidase and membrane transporters coding genes were the most important genes at the beginning of tuber onset to tuberization. These results suggested that development in potato tuber activates metabolic pathways, which not only promotes growth and development but also activates the pathways involved in stress responses and synthesis of different compounds. Ten key genes were identified involved in starch biosynthesis, most of which showed a significant up-regulation, suggesting that the starch biosynthesis pathway starts from the onset of stolon development to tuber maturation.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Development
  • Gene ontology analysis
  • Gene set enrichment analysis
  • Potato
  • RNA-seq

مراجع

Andrews S (2010) FastQC: a quality control tool for high throughput sequence data. Babraham Bioinformatics, Babraham Institute, Cambridge, United Kingdom.
Bolger AM, Lohse M, Usadel B (2014) Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinformatics 30 (15):2114-2120.
Bradshaw JE (2010) Root and tuber crops, vol 7. Springer Science & Business Media.
Castro AHF, Coimbra MC, da Fonseca STD, de Melo Souza AA (2020) Phenylalanine ammonia-lyase in higher plants: Akey enzyme for plant development. Advances In Chemistry Research.
Cenzano A, Vigliocco A, Kraus T, Abdala G (2003) Exogenously applied jasmonic acid induces changes in apical meristem morphology of potato stolons. Annals of botany 91 (7):915-919.
Chang S, Puryear J, Cairney J (1993) A simple and efficient method for isolating RNA from pine trees. Plant molecular biology reporter 11 (2):113-116.
Chen L, Lu Y, Hu Y, Xue X (2020a) RNA-Seq reveals that sucrose-free medium improves the growth of potato (Solanum tuberosum L.) plantlets cultured in vitro. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC) 140 (3):505-521.
Chen Y, Li C, Yi J, Yang Y, Lei C, Gong M (2020b) Transcriptome Response to Drought, Rehydration and Re-Dehydration in Potato. International Journal of Molecular Sciences 21 (1):159.
Dahal K, Li X-Q, Tai H, Creelman A, Bizimungu B (2019) Improving potato stress tolerance and tuber yield under a climate change scenario–a current overview. Frontiers in plant science 10.
Dennis G, Sherman BT, Hosack DA, Yang J, Gao W, Lane HC, Lempicki RA (2003) DAVID: database for annotation, visualization, and integrated discovery. Genome biology 4 (9): R60.
Ewing E, Struik P (1992) Tuber formation in potato: induction, initiation, and growth. Horticultural reviews 14 (89): 197.
Faostat F (2018) Crops. Cow peas, dry Disponível em.
Hung J-H, Yang T-H, Hu Z, Weng Z, DeLisi C (2012) Gene set enrichment analysis: performance evaluation and usage guidelines. Briefings in bioinformatics 13 (3):281-291.
Jackson SD, James P, Prat S, Thomas B (1998) Phytochrome B affects the levels of a graft-transmissible signal involved in tuberization. Plant Physiology 117 (1):29-32.
Kanehisa M, Goto S (2000) KEGG: kyoto encyclopedia of genes and genomes. Nucleic acids research 28 (1): 27-30.
Kinsella RJ, Kähäri A, Haider S, Zamora J, Proctor G, Spudich G, Almeida-King J, Staines D, Derwent P, Kerhornou A (2011) Ensembl BioMarts: a hub for data retrieval across taxonomic space. Database 2011.
Kloosterman B (2006) Transcriptomic analysis of potato tuber development and tuber quality traits using microarray technology: in search of candidate genes. Univ.
Langmead B, Salzberg SL (2012) Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nature methods 9 (4):357.
Li B, Dewey CN (2011) RSEM: accurate transcript quantification from RNA-Seq data with or without a reference genome. BMC bioinformatics 12 (1): 323.
Love MI, Huber W, Anders S (2014) Moderated estimation of fold change and dispersion for RNA-seq data with DESeq2. Genome biology 15 (12):550.
Massa AN, Childs KL, Lin H, Bryan GJ, Giuliano G, Buell CR (2011) The transcriptome of the reference potato genome Solanum tuberosum Group Phureja clone DM1-3 516R44. Plos one 6 (10).
Papathanasiou F, Mitchell SH, Watson S, Harvey BMR (1999) Effect of environmental stress during tuber development on accumulation of glycoalkaloids in potato (Solanum tuberosum L.). Journal of the Science of Food and Agriculture 79 (9):1183-1189.
Rahnama H, Ebrahimzadeh H (2005) The effect of NaCl on antioxidant enzyme activities in potato seedlings. Biologia plantarum 49 (1):997-3.
Sanchez PAG, Babujee L, Mesa HJ, Arcibal E, Gannon M, Halterman D, Jahn M, Jiang J, Rakotondrafara AM (2020) Overexpression of a modified eIF4E regulates potato virus Y resistance at the transcriptional level in potato. BMC genomics 21 (1):18.
Sandhu S, Marwaha R, Pandey S (2007) Peroxidase as a biochemical marker of maturity levels in potato (Solanum tuberosum) cultivars grown under short days. New Zealand journal of crop and horticultural science 35 (1):171-175.
Sarkar D (2008) The signal transduction pathways controlling in planta tuberization in potato: an emerging synthesis. Plant Cell Reports 27 (1):1-8.
Schwall GP, Safford R, Westcott RJ, Jeffcoat R, Tayal A, Shi Y-C, Gidley MJ, Jobling SA (2000) Production of very-high-amylose potato starch by inhibition of SBE A and B. Nature biotechnology 18 (5):551-554.
Sherman BT, Lempicki RA (2009) Systematic and integrative analysis of large gene lists using DAVID bioinformatics resources. Nature protocols 4 (1):44.
Struik P, Ewing E (1995) Crop physiology of potato (Solanum tuberosum): responses to photoperiod and temperature relevant to crop modelling. In: Potato ecology and modelling of crops under conditions limiting growth. Springer, pp 19-40.
Subramanian A, Tamayo P, Mootha VK, Mukherjee S, Ebert BL, Gillette MA, Paulovich A, Pomeroy SL, Golub TR, Lander ES (2005) Gene set enrichment analysis: a knowledge-based approach for interpreting genome-wide expression profiles. Proceedings of the National Academy of Sciences 102 (43):15545-15550.
Tang H, Zhang X, Gong B, Yan Y, Shi Q (2020) Proteomics and metabolomics analysis of tomato fruit at different maturity stages and under salt treatment. Food Chemistry 311:126009.
Tian T, Liu Y, Yan H, You Q, Yi X, Du Z, Xu W, Su Z (2017) agriGO v2. 0: a GO analysis toolkit for the agricultural community, 2017 update. Nucleic acids research 45 (W1):W122-W129.
Tiwari JK, Buckseth T, Zinta R, Saraswati A, Singh RK, Rawat S, Dua VK, Chakrabarti SK (2020) Transcriptome analysis of potato shoots, roots and stolons under nitrogen stress. Scientific Reports 10 (1):1-18.
Vreugdenhil D, Struik PC (1989) An integrated view of the hormonal regulation of tuber formation in potato (Solanum tuberosum). Physiologia plantarum 75 (4):525-531.
Xu X, Vreugdenhil D, Lammeren AAv (1998) Cell division and cell enlargement during potato tuber formation. Journal of Experimental Botany 49 (320):573-582.
Yoon S, Kim S-Y, Nam D (2016) Improving gene-set enrichment analysis of RNA-Seq data with small replicates. PloS one 11 (11).

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار